Zamiast świecić tylko pod lampą, nanocząstki PersL jarzą się długo po jej wyłączeniu – i to w podczerwieni, która lepiej przenika przez tkanki. Badania fizyków z Wrocławia pokazują, że ich sygnał pozostaje czytelny w kontakcie z białkami krwi, a dobrana powłoka powierzchniowa pozwala bezpieczniej śledzić drogę leków.
Bioobrazowanie to robienie zdjęć komórek i tkanek w laboratorium i w badaniach przedklinicznych. Służy do podglądania, gdzie trafiają leki, jak zachowują się komórki, czy pojawia się stan zapalny. Najczęściej korzysta się z świecących „etykiet” (sond), które przyczepia się do cząsteczek lub komórek. Trudności są dwie: tkanki same lekko świecą (autofluorescencja), a dodatkowo rozpraszają światło, przez co obraz traci kontrast. W idealnym scenariuszu chcielibyśmy, aby znacznik („etykieta”) dawała mocny, czysty sygnał i działał przewidywalnie w obecności białek krwi, bo to z nimi styka się jako pierwszymi.
PersL
Tu pojawia się zjawisko PersL – świecenie nanocząstek (ZnGa2O4:Cr3+), które niczym we fluorescencyjnych naklejkach trwa po wyłączeniu podświetlenia. Najpierw znacznik ładowany jest światłem, a potem obraz zbierany jest w ciemności, gdy tło z tkanek jest minimalne. Dodatkową zaletę mają substancje wytwarzające to promieniowanie w tzw. oknie biologicznym, czyli podczerwieni (ok. 700–950 nm): takie światło łatwiej przechodzi przez tkanki. Jednym z najlepiej rokujących materiałów PersL są nanocząstki ZnGa2O4 domieszkowane chromem (ZGO:Cr3+), które świecą właśnie w tej okolicy i są dodatkowo bardzo stabilne chemicznie. Można je też odczytać ponownie pobudzając tkankę słabym światłem (optycznie stymulowana luminescencja), co wydłuża czas pracy znacznika.
Autorzy badania z Instytutu Niskich Temperatur i Badań Strukturalnych we Wrocławiu, we współpracy z zespołami z Francji i Belgii sprawdzili, jak ZGO:Cr3+ zachowuje się przy kontakcie z albuminą – najpopularniejszym białkiem krwi (użyto modelowej albuminy bydlęcej, BSA). Przygotowano trzy wersje nanocząstek: tuż po syntezie, po wypaleniu w 650 st. C (bardziej uporządkowana struktura), oraz z dodanym płaszczykiem z kwasu oleinowego na powierzchni (daje silny ładunek ujemny i lepsze rozproszenie w wodzie). Wszystkie miały średnicę ok. 10–20 nm, a w mikroskopie wersja z płaszczykiem miała widoczne „halo” (poświatę) wokół cząstek.
Po oświetleniu fioletem (405 nm), nanocząstki ZGO:Cr3+ świeciły w typowych liniach chromu – około 685/694/707 nm. Po wypaleniu materiału te linie były wyraźniej rozdzielone, czyli sygnał stał się czystszy. Co ważne, jarzenie utrzymywało się czytelnie także po zmieszaniu z albuminą (modelem białka krwi), co sprzyja obrazom klinicznym o wysokim kontraście. Samo białko nie oddawało energii do nanocząstek w zauważalny sposób, gdyż średni czas jego świecenia zmienił się minimalnie – z ok. 6,05 do 6,35 ns.
Powłoka i jej ładunek
Wpływ na zaburzenia kształtu albuminy oceniano w spektroskopii Ramana, zaglądając we fragment widma wrażliwy na ilość „helis alfa” – uporządkowanych spiral w białku (tzw. pasmo amidowe I). Cząstki po wypaleniu delikatnie zwiększały udział tych helis, czyli białko było nieco stabilizowane. Cząstki z płaszczykiem z kwasu oleinowego zmniejszały udział helis, co oznacza częściowe rozfałdowanie. Wniosek jest prosty: o sile wpływu decyduje chemia powierzchni – rodzaj powłoki i jej ładunek.
W praktyce mieszanina albuminy z cząstkami po wypaleniu mętniała i taka pozostawała, co świadczy o większych skupiskach tych cząstek i bywa kłopotliwe. Z kolei cząstki z płaszczykiem tworzyły stabilną zawiesinę (to dobrze), ale silniej modyfikowały kształt białka (to źle). To klasyczny kompromis między stabilnością w wodzie, a łagodnością wobec białek.
Jak wynika z artykułu opublikowanego przez autorów badania w czasopiśmie naukowym „Journal of Molecular Structure” (DOI: 10.1016/j.molstruc.2025.144081), projekt jest na etapie przedwdrożeniowym. Póki co użyto czystej wody, modelowych białek, a dokładność pomiarów mogły zapewnić jedynie warunki laboratoryjne. Dostajemy jednak jasną wskazówkę, że ZGO:Cr3+ zapewnia trwały sygnał w podczerwieni także w obecności białek. Powierzchnię cząstek trzeba zaś dobrać tak, by ograniczyć zmiany w ich strukturze (odpowiednia powłoka i ładunek). Kolejne kroki to testy z innymi białkami surowicy, kontrola naturalnej „korony białkowej” tworzącej się na cząstkach oraz badania w bardziej złożonych układach biologicznych.
Z perspektywy zastosowań może to dać wyraźniejsze obrazy diagnostyczne (mniej świecącego tła), krótsze czasy naświetlania próbek, dokładniejsze śledzenie nośników leków, a w dalszej perspektywie – lepsze planowanie zabiegów i szybsze wykrywanie zmian chorobowych.
Źródło: www.naukawpolsce.pl, fot. Pixabay/ CC0
